R. Godillot, B. Caussade, T. Améziane, and J. Capblancq, Interplay between turbulence and periphyton in rough open-channel flow, Journal of Hydraulic Research, vol.39, issue.3, pp.227-239, 2001.

D. Herbert-guillou, B. Tribollet, D. Festy, and L. Kiéné, In situ detection and characterization of biofilm in waters by electrochemical methods, Electrochemica Acta, vol.45, pp.1067-1075, 1999.

D. Herbert-guillou, B. Tribollet, and D. Festy, Influence of the hydrodynamics on the biofilm formation by mass transport analysis, Bioelectrochemistry, vol.53, pp.119-125, 2000.

R. R. Horner and E. B. Welch, Stream periphyton development in relation to current velocity and nutrients, Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, vol.38, pp.449-457, 1981.

C. R. Jackson, P. F. Churchill, and E. Roden, Successional changes in bacterial assemblage structure during epilithic biofilm development, Ecology, vol.82, issue.2, pp.555-566, 2001.

G. Lear, M. J. Anderson, J. P. Smith, K. Boxen, and G. D. Lewis, Spatial and temporal heterogeneity of the bacterial communities in stream epilithic biofilms, FEMS Microbiol Ecol, vol.65, pp.463-473, 2008.

V. G. Levich, Physicochemical Hydrodynamics, 1962.

E. L'hostis, Détection et caractérisation de biofilms par méthodes électrochimiques, phD, vol.6, p.226, 1996.

E. L'hostis, C. Compère, D. Festy, B. Tribollet, and C. Deslouis, Characterization of biofilms on gold in natural seawater by oxygen diffusion analysis, Corrosion, vol.43, pp.4-10, 1996.

M. A. Lock, Aquatic microbiology -an ecological approach, pp.113-138, 1993.

E. Lyautey, C. R. Jackson, J. Cayrou, J. Rols, and F. Garabétian, Bacterial community succession in natural river biofilm assemblages, Microbial Ecology, vol.50, pp.589-601, 2005.

E. Lyautey, S. Boulêtreau, E. Y. Madigou, and F. Garabetian, Viability of differentiated epilithic bacterial communities in the River Garonne, 2010.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-02594471

P. V. Mccormick and R. J. Stevenson, Mechanisms of benthic algal succession in lotic environments, Ecology, vol.5, pp.1835-1848, 1991.

P. K. Mukherjee, D. V. Chand, J. Chandra, J. M. Anderson, and M. A. Ghannoum, Shear stress modulated the thickness and architecture of Candida albicans biofilms in a phase-dependant manner, Mycoses, vol.52, pp.440-446, 2008.

E. Paramonova, E. D. De-jong, B. P. Krom, H. C. Van-der-mei, H. J. Busscher et al., Low-load compression testing: a novel way of measuring biofilm thickness, Applied and Environmental Microbiology, vol.73, issue.21, pp.7023-7028, 2007.

B. J. Paul, H. C. Duthie, and W. D. Taylor, Nutrient cycling by biofilms in running waters of different nutrient status, Journal of the North American Benthological Society, vol.10, pp.31-41, 1991.

C. G. Peterson, Algal Ecology: Freshwater Benthic Ecosystems, pp.375-403, 1996.

C. Picioreanu, M. C. Van-loosdrecht, and J. J. Heijnen, Mathematical modeling of biofilm structure with a hybrid differential-discrete cellular automaton approach, Biotechnology and Bioengineering, vol.58, pp.101-116, 1998.

T. S. Rao, Temporal variations in an estuarine biofilm: with emphasis on nitrate reduction, Estuarine and Coastal Shelf Science, vol.58, pp.67-75, 2003.

, ) influent donc sur la croissance des végétaux. C'est le compartiment algal (algues libres et fixées) qui est le principal compartiment impliqué dans les phénomènes d'eutrophisation. Sous l'effet d'une augmentation massive des concentrations en nutriments au sein d'un milieu aquatique (= milieu eutrophe), un développement excessif des communautés algales peut être observé. Ce développement excessif d'algues, entraine entre autre une augmentation de la concentration en chlorophylle a, Les éléments nutritifs, 2006.

, Les stations eutrophes présentent généralement un développement algal plus important

, Sur des biofilms plus âgés portés par les substrats naturels, d'autres variables (hydrodynamique, éclairement, température, broutage, bullage) peuvent conditionner une sélection, une abrasion ou une sénescence plus ou moins rapide. Cette liaison l'état d'un milieu, il est nécessaire de réaliser d'autres études. Déterminer la fiabilité de l'appareil avec des calibrages adapté à l'utilisation qui en sera faite et approfondir les possibilités de calibration du substrat, Remarque : Othoniel, 2006.

N. Aberle, M. Beutler, C. Moldaenke, and K. H. Wiltshire, Spectral fingerprinting" for specific algal groups on sediments in situ: a new sensor, Arch.Hydrobiology, vol.167, issue.1-4, pp.575-592, 2006.

A. Becker, Rapport de stage de licence professionnelle « Mesure de la qualité des milieux, 2008.

M. Beutler and K. H. Wiltshire, A fluorometric method for the differentiation of algal populations in vivo and in situ, Photosynthesis Research, vol.72, pp.39-53, 2002.

B. J. Biggs, Patterns in benthic algae of streams". In Algal Ecology -Freshwater Benthic Ecosystems, pp.31-56, 1996.

C. Leboulanger, U. Dorigo, S. Jacquet, L. Berre, B. Paolini et al., « Application of a submersible spectrofluorometer for rapid monitoring of freshwater cyanobacterial blooms : a case study, » Aquatic Microbial Ecology, vol.30, pp.83-89, 2002.

C. J. Lorenzen, Determination of chlorophyll and pheopigments: spectrophotometric equations, Limnology and Oceanography, vol.12, pp.343-346, 1967.

C. Othoniel, « La croissance du biofilm photosynthétique : un indicateur su statut trophique des rivières ?, vol.305, 2006.

J. D. Strickland and T. R. Parsons, A practical handbook of seawater analysis, 1998.

T. Denenest, E. Pinelli, M. Coste, J. Silvestre, N. Mazella et al., « Sensitivity of freshwater periphytic diatoms to agricultural herbicides, Aquatic toxicology, vol.7, p.p, 2009.

P. Hartig, K. Wolfstein, S. Lippemeier, and F. Colijn, « Photosynthetic activity of natural microphytobenthos populations measured by fluorescence (PAM) and 14C-tracer methods : a comparison, Marine Ecology Progress Series, vol.166, pp.53-62, 1998.

S. Sabater, Diatoms, Encyclopedia of Inland Waters, vol.1, pp.149-156, 2009.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-00858334

M. Schmitt-jansen and R. Altenburger, Toxic effects of isoproturon on periphyton communities -a microcosm study, Estuarine Coastal and Shelf Science, pp.539-545, 2005.

N. Udo, T. Geffke, R. Balasubramanian, J. Pepenbrock, M. Braune et al., Effects of the herbicide Metazachlor on phytoplankton and periphyton communities in outdoor mesocosms, Acta. Hydrochim. Hydrobiol, pp.482-490, 2003.

W. C. Milieu,

L. Guillard, Yellow-green algae with chlorophyllide c, Journal Of Phycology, vol.8, pp.10-14, 1972.

, Ce milieu a aussi été utilisé pour l'expérience en canaux dynamiques

, Les algues vertes ou chlorophycées

, Les cyanobactéries

, Les diatomées

, Les cryptophytes

, Les substances jaunes

P. De-fonctionnement,

. Le-principe-de, la sonde émet un rayon lumineux grâce à des LED et cela à six longueurs d'ondes différentes (370 nm, 470 nm, 525 nm, 570 nm, 590 nm et 610 nm). Les pigments contenues dans les algues (chlorophylle : a,b, c et d) sont alors excités et émettent une fluorescence, proportionnelle à leur densité et à la distribution des pigments. Cette fluorescence est alors quantifiée par la sonde et est donc

. Mise and . Charge, Pour cela : -Relier la fluoroprobe au chargeur à l'aide du câble laboratoire

, Remarque : Lors de la mise en charge, il est possible que la diode verte s'allume dès le branchement du chargeur sur le secteur même si la batterie n'est pas chargée. Dans ce cas elle s'éteint au bout de quelques minutes, et la charge s'effectue. Pour éviter un problème de charge

. Mesure-en-mode-«-planctonique,

T. Des and . De-mesure, Pour utiliser la fluoroprobe en mode « colonne d'eau », il faut récupérer au préalable les paramètres de mesure sur le CD fourni « Parameter TS 17-10 ». Cette opération peut être effectuée avant votre départ

, A l'ouverture du fichier, sélectionner le dossier « TS 17-10 calib 091107 ». Le logiciel s'ouvre, les paramètres sont visibles dans l'onglet « common parameters, Relier la fluoroprobe à l'ordinateur à l'aide du câble laboratoire et du câble raccord USB

, L'opération est alors finie. Débrancher l'appareil

M. Et and . De-l'appareil,

, Faire le montage de l'appareil comme défini ci-dessous : -Selon la profondeur du milieu étudié, relier la sonde au câble adéquat : 20 m ou 100m. Graisser la connexion pour garantir l'étanchéité

, Brancher la connexion USB à l'ordinateur

. Ensuite, récupérer les paramètres de mesure de la façon suivante : -Ouvrir le logiciel dans le menu cliquer sur « Probe » -puis sur « Get data / parameters » -une boîte de dialogue s'affiche, cliquer sur « parameters only

. Enfin, effectuer les ajustements nécessaires dans la fenêtre « Common parameters » selon les indications cidessous et cliquer sur « Send

, Times : Attention ! Seul le paramètre « measuring interval » peut être modifié ! Les autres sont des configurations de l'appareil et ne doivent pas être changées. Measurement : Définir le mode de mesure souhaité (simple

E. De and L. A. Pression-selectionner-/-actionner,

. Realisation and . Mesures,

, Après avoir plongé la sonde dans l'eau, appuyez sur la touche F5 du clavier ou passer par le menu : « Probe » puis « Start measurement ». La fenêtre ci-dessous apparaît. Attention : ne pas cliquer sur Dismiss

, Vous pouvez visualiser les mesures via l'onglet « Data », ainsi que par les onglets «Graphics 1» et « Graphics 2 » qui tracent des courbes en temps réel

, Pour arrêter les mesures, appuyer sur la touche F6 ou passez par le menu : « Probe » puis « stop measurement » Pour reprendre les mesures, passez par le menu « Probe » puis « continue measurement

, Une fois les mesures effectuées, enregistrer les données obtenues

. Mesure, . Mode, and . Benthique,

, BenthoFluoroprobe permet d'utiliser la Fluoroprobe pour des mesures sur substrats benthiques. Attention : ne pas plier le câble de l'adaptateur, risque de briser la fibre optique

T. Des and . De-mesures, Pour utiliser la fluoroprobe en mode « benthique », il faut récupérer au préalable les paramètres de mesure sur le CD fourni « Parameter TS 17-10

L. Sélectionner and «. Bf,

. -«-stand,

, Si aucun des profils ne correspond au substrat présent, un nouveau profil est à définir. Pour cela, passer directement la partie 8.5 « Création d'un nouveau profil de substrat ». Sinon passer à la partie suivante. Attention : Ce type d'opération reste cependant exceptionnel et est à utiliser dans le cas d'expériences en laboratoire

. Realisation and . Mesures,

. Mettre-l'embout-en, Pour cela procéder comme décrit dans la partie 7.4. Cependant, cette procédure est à adapter ; il faut que le substrat soit recouvert d'eau déminéralisée et ensuite utiliser l

, Appuyez sur la touche F5 du clavier ou passer par le menu : « Probe » puis « Start measurement ». La fenêtre ci-dessous apparaît. Attention : ne pas cliquer sur Dismiss

, Vous pouvez visualiser les mesures via l'onglet « Data », ainsi que par les onglets «Graphics 1» et « Graphics 2 » qui tracent des courbes en temps réel

, Pour arrêter les mesures, appuyer sur la touche F6 ou passez par le menu : « Probe » puis « stop measurement » Pour reprendre les mesures, passez par le menu « Probe » puis « continue measurement

, Une fois les mesure effectuer, enregistrer les données obtenues

. Creation, . Profil, and . Substrat, Calcul des coefficients linéaires pour le nouveau substrat : Ces coefficients sont visibles sur l'onglet benthos. cf. ci-dessous

, Sélectionner une nouvelle ligne « unused » et rentrer les nouveaux coefficients obtenus

, Pour les facteurs exponentiels « exponential factor » situés dans la matrice de gauche reprendre les même que ceux du profil « Sand

, Pour les facteurs exponentiels « linear coefficient » situés dans la matrice de droite inscrire les nouveaux coefficients calculés

, ? Lecture des résultats pour le nouveau substrat

, Une fois les coefficients saisis

, Retourner sur l'onglet « Data » (les mesures que vous venez d'effectuer sont encore affichées) et choisir

D. De and L. A. Sonde-remarque,

, Remonter l'appareil comme défini ci-dessous : ? Retirer l'embout de la fibre optique

, ? Désinstaller l'adaptateur benthique de l'orifice

, ? Remettre la protection

. Exploitation-des-donnees-ouvrir-le-fichier, cliquer sur « Edit » puis « copy » et choisir « Excel