Z. Ali, A. Abul-faraj, L. Li, N. Ghosh, M. Piatek et al., Efficient Virus-Mediated Genome Editing in Plants Using the CRISPR/Cas9 System, Mol. Plant, vol.8, pp.1288-1291, 2015.

J. E. Anderson, J. Michno, T. J. Kono, A. O. Stec, B. W. Campbell et al., Genomic variation and DNA repair associated with soybean transgenesis: a comparison to cultivars and mutagenized plants, BMC Biotechnol, p.16, 2016.

M. S. Andersson and M. C. De-vicente, Gene flow between crops and their wild relatives, 2010.

Y. Asano, Y. Otsuki, and M. Ugaki, Electroporation-mediated and silicon carbide fibermediated DNA delivery in Agrostis alba L. (Redtop), Plant Sci, vol.79, pp.247-252, 1991.

C. Auer, F. , and R. , Crop improvement using small RNAs: applications and predictive ecological risk assessments, Trends Biotechnol, vol.27, pp.644-651, 2009.

M. W. Bairu, A. O. Aremu, and J. Van-staden, Somaclonal variation in plants: causes and detection methods, Plant Growth Regul, vol.63, pp.147-173, 2011.

N. J. Baltes, J. Gil-humanes, T. Cermak, P. A. Atkins, and D. F. Voytas, DNA replicons for plant genome engineering, Plant Cell, vol.26, pp.151-163, 2014.

N. Bechtold, J. Ellis, and G. Pelletier, In planta Agrobacterium mediated gene transfer by infiltration of adult Arabidopsis thaliana plants, Comptes Rendus Académie Sci. Sér. 3 Sci. Vie, vol.316, pp.1194-1199, 1993.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-02778496

D. A. Bohan, C. W. Boffey, D. R. Brooks, S. J. Clark, A. M. Dewar et al., Effects on weed and invertebrate abundance and diversity of herbicide management in genetically modified herbicide-tolerant winter-sown oilseed rape, Proc. R. Soc. B Biol. Sci, vol.272, pp.463-474, 2005.

M. Bohanec, B. M. Boshkoska, T. W. Prins, and E. J. Kok, SIGMO: A decision support System for Identification of genetically modified food or feed products, Food Control, vol.71, pp.168-177, 2017.

S. Bonny, Genetically modified glyphosate-tolerant soybean in the USA: adoption factors, impacts and prospects. A review, Agron. Sustain. Dev, vol.28, pp.21-32, 2008.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-01172991

S. Bonny, Genetically Modified Herbicide-Tolerant Crops, Weeds, and Herbicides: Overview and Impact, Environ. Manage, vol.57, pp.31-48, 2016.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-01531596

D. Breyer, L. Kopertekh, and D. Reheul, Alternatives to Antibiotic Resistance Marker Genes for In Vitro Selection of Genetically Modified Plants -Scientific Developments, Current Use, Operational Access and Biosafety Considerations, Crit. Rev. Plant Sci, vol.33, pp.286-330, 2014.

V. Brunaud, S. Balzergue, B. Dubreucq, S. Aubourg, F. Samson et al., T-DNA integration into the Arabidopsis genome depends on sequences of pre-insertion sites, EMBO Rep, vol.3, pp.1152-1157, 2002.

R. W. Van-den-bulk, H. J. Löffler, W. H. Lindhout, and M. Koornneef, Somaclonal variation in tomato: effect of explant source and a comparison with chemical mutagenesis, TAG Theor. Appl. Genet. Theor. Angew. Genet, vol.80, pp.817-825, 1990.

J. J. Burdon, L. G. Barrett, G. Rebetzke, and P. H. Thrall, Guiding deployment of resistance in cereals using evolutionary principles, Evol. Appl, vol.7, pp.609-624, 2014.

G. Cambray, V. K. Mutalik, and A. P. Arkin, Toward rational design of bacterial genomes, Curr. Opin. Microbiol, vol.14, pp.624-630, 2011.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-02650917

C. Cantos, P. Francisco, K. R. Trijatmiko, I. Slamet-loedin, and P. K. Chadha-mohanty, Identification of "safe harbor" loci in indica rice genome by harnessing the property of zinc-finger nucleases to induce DNA damage and repair, Front. Plant Sci, vol.5, p.302, 2014.

L. A. Castle, Discovery and Directed Evolution of a Glyphosate Tolerance Gene, Science, vol.304, pp.1151-1154, 2004.

T. ?ermák, N. J. Baltes, R. ?egan, Y. Zhang, and D. F. Voytas, High-frequency, precise modification of the tomato genome, Genome Biol, p.16, 2015.

C. H. Chandler, S. Chari, and I. Dworkin, Does your gene need a background check? How genetic background impacts the analysis of mutations, genes, and evolution, Trends Genet, vol.29, pp.358-366, 2013.

H. S. Chawla, Introduction to plant biotechnology, 2009.

A. M. Chèvre, F. Eber, A. Baranger, R. , and M. , Gene flow from transgenic crops, Nature, vol.389, pp.924-924, 1997.

F. T. De-vries, H. Bracht-jørgensen, K. Hedlund, and R. D. Bardgett, Disentangling plant and soil microbial controls on carbon and nitrogen loss in grassland mesocosms, J. Ecol, vol.103, pp.629-640, 2015.

H. Dempewolf, K. A. Hodgins, S. E. Rummell, N. C. Ellstrand, and L. H. Rieseberg, Reproductive isolation during domestication, Plant Cell, vol.24, pp.2710-2717, 2012.

Y. Devos, L. N. Meihls, J. Kiss, and B. E. Hibbard, Resistance evolution to the first generation of genetically modified Diabrotica-active Bt-maize events by western corn rootworm: management and monitoring considerations, Transgenic Res, vol.22, pp.269-299, 2013.

D. P. Dixon, A. G. Mcewen, A. J. Lapthorn, and R. Edwards, Forced evolution of a herbicide detoxifying glutathione transferase, J. Biol. Chem, vol.278, pp.23930-23935, 2003.

. Ec, Regulation (EC) No 1830/2003 of the European Parliament, p.22, 2003.

, concerning the traceability and labelling of genetically modified organisms and the traceability of food and feed products produced from genetically modified organisms and amending Directive 2001/18/EC, Off. J. Eur. Union, vol.268, pp.24-28, 2003.

. Efsa, Scientific Opinion on guidance on the Post-Market Environmental Monitoring (PMEM) of genetically modified plants, EFSA J, vol.9, issue.8, p.40, 2011.

P. Efsa and G. M. , Scientific Opinion on the use of existing environmental surveillance networks to support the post-market environmental monitoring of genetically modified plants: Scientific Opinion on the use of existing ESNs to support the PMEM of GMPs, EFSA J, vol.12, p.3883, 2014.

K. M. Esvelt and H. H. Wang, Genome-scale engineering for systems and synthetic biology, Mol. Syst. Biol, vol.9, p.641, 2013.

Y. Fu, J. A. Foden, C. Khayter, M. L. Maeder, D. Reyon et al., Highfrequency off-target mutagenesis induced by CRISPR-Cas nucleases in human cells, Nat. Biotechnol, vol.31, pp.822-826, 2013.

A. Garnier and J. Lecomte, Using a spatial and stage-structured invasion model to assess the spread of feral populations of transgenic oilseed rape, Ecol. Model, vol.194, pp.141-149, 2006.

A. Garnier, A. Deville, and J. Lecomte, Stochastic modelling of feral plant populations with seed immigration and road verge management, Ecol. Model, vol.197, pp.373-382, 2006.

A. Garnier, S. Pivard, and J. Lecomte, Measuring and modelling anthropogenic secondary seed dispersal along roadverges for feral oilseed rape, Basic Appl. Ecol, vol.9, pp.533-541, 2008.

A. Gauffreteau, M. D'orchymond, C. Pontet, and P. Debaeke, Can Genotype x Environment Management Interactions (GEMI) be predicted in sunflower multi-environment trials?, Proc, p.p, 2016.

A. Gauffreteau, G. Grignon, P. Pachot, J. Lorgeou, F. Piraux et al., Assessing the predictive accuracy of various statistical methods (PLS, random forest and factorial regression) that use environmental covariates to model genotype x environment interactions in multi-environment trials, Biultyn Oceny Odmian, vol.34, 2015.

M. A. Germana and M. Lambardi, vitro embryogenesis in higher plants, 2016.

A. P. Gleave, D. S. Mitra, S. R. Mudge, and B. A. Morris, Selectable marker-free transgenic plants without sexual crossing: transient expression of cre recombinase and use of a conditional lethal dominant gene, Plant Mol. Biol, vol.40, pp.223-235, 1999.

B. Gouesnard, M. Chastanet, C. Tollon-cordet, P. Dubreuil, A. Boyat et al., , 2005.

. Etude-de-la-diversité-génétique-du-maïs-en-europe, ADN ancien à partir d'échantillons d'herbier et confrontation avec l'analyse moléculaire à grande échelle de collections de populations. Genetic diversity of maize in Europe : molecular analysis of ancient DNA from herbariums and comparison with molecular analysis of a large collection of populations, Un Dialogue Pour La Diversité Génétique, pp.345-356

M. C. Hall, I. Dworkin, M. C. Ungerer, and M. Purugganan, Genetics of microenvironmental canalization in Arabidopsis thaliana, Proc. Natl. Acad. Sci, vol.104, pp.13717-13722, 2007.

A. Hendel, E. J. Fine, G. Bao, and M. H. Porteus, Quantifying on-and off-target genome editing, Trends Biotechnol, vol.33, pp.132-140, 2015.

N. Heslot, D. Akdemir, M. E. Sorrells, and J. Jannink, Integrating environmental covariates and crop modeling into the genomic selection framework to predict genotype by environment interactions, Theor. Appl. Genet, vol.127, pp.463-480, 2014.

A. L. Holck, S. M. Drømtorp, and E. Heir, Quantitative, multiplex ligation-dependent probe amplification for the determination of eight genetically modified maize events, Eur. Food Res. Technol, vol.230, pp.185-194, 2009.

A. Holst-jensen, Y. Bertheau, M. De-loose, L. Grohmann, S. Hamels et al., Detecting un-authorized genetically modified organisms (GMOs) and derived materials, Biotechnol. Adv, vol.30, pp.1318-1335, 2012.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-02643879

P. D. Hsu, D. A. Scott, J. A. Weinstein, F. A. Ran, S. Konermann et al., DNA targeting specificity of RNA-guided Cas9 nucleases, Nat. Biotechnol, vol.31, pp.827-832, 2013.

C. Jiang, A. Mithani, X. Gan, E. J. Belfield, J. P. Klingler et al., Regenerant Arabidopsis Lineages Display a Distinct Genome-Wide Spectrum of Mutations Conferring Variant Phenotypes, Curr. Biol, vol.21, pp.1385-1390, 2011.

M. Jinek, K. Chylinski, I. Fonfara, M. Hauer, J. A. Doudna et al., A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity, Science, vol.337, pp.816-821, 2012.

J. D. Jones, K. Witek, W. Verweij, F. Jupe, D. Cooke et al., Elevating crop disease resistance with cloned genes, Philos. Trans. R. Soc. B Biol. Sci, vol.369, pp.20130087-20130087, 2014.

H. F. Kaeppler, W. Gu, D. A. Somers, H. W. Rines, and A. F. Cockburn, Silicon carbide fibermediated DNA delivery into plant cells, Plant Cell Rep, vol.9, pp.415-418, 1990.

S. M. Kaeppler, H. F. Kaeppler, R. , and Y. , Epigenetic aspects of somaclonal variation in plants, Plant Mol. Biol, vol.43, pp.179-188, 2000.

E. Kil, S. Kim, Y. Lee, H. Byun, J. Park et al., Tomato yellow leaf curl virus (TYLCV-IL): a seed-transmissible geminivirus in tomatoes, Sci. Rep, vol.6, 2016.

J. Kim and J. Kim, Bypassing GMO regulations with CRISPR gene editing, Nat. Biotechnol, vol.34, pp.1014-1015, 2016.

M. Kimura, The neutral theory of molecular evolution, 1984.

C. Kole, M. Muthamilarasan, R. Henry, D. Edwards, R. Sharma et al., Application of genomics-assisted breeding for generation of climate resilient crops: progress and prospects, Front. Plant Sci, vol.6, p.563, 2015.

H. Krishna, M. Alizadeh, D. Singh, U. Singh, N. Chauhan et al., Somaclonal variations and their applications in horticultural crops improvement, 2016.

J. R. Lamichhane, Y. Devos, H. J. Beckie, M. D. Owen, P. Tillie et al., Integrated weed management systems with herbicide-tolerant crops in the European Union: lessons learnt from home and abroad, Crit. Rev. Biotechnol, pp.1-17, 2016.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-02626571

P. Liang, Y. Xu, X. Zhang, C. Ding, R. Huang et al., , 2015.

, CRISPR/Cas9-mediated gene editing in human tripronuclear zygotes, Protein Cell

Y. Lin, E. J. Fine, Z. Zheng, C. J. Antico, R. A. Voit et al., SAPTA: a new design tool for improving TALE nuclease activity, Nucleic Acids Res, vol.42, p.47, 2014.

D. Liu, R. Hu, K. J. Palla, G. A. Tuskan, Y. et al., Advances and perspectives on the use of CRISPR/Cas9 systems in plant genomics research, Curr. Opin. Plant Biol, vol.30, pp.70-77, 2016.

M. Lynch, Evolution of the mutation rate, Trends Genet, vol.26, pp.345-352, 2010.

J. Machczy?ska, J. Zimny, and P. T. Bednarek, Tissue culture-induced genetic and epigenetic variation in triticale (× Triticosecale spp. Wittmack ex A. Camus 1927) regenerants, Plant Mol. Biol, vol.89, pp.279-292, 2015.

A. M. Martín-hernández and D. C. Baulcombe, Tobacco rattle virus 16-kilodalton protein encodes a suppressor of RNA silencing that allows transient viral entry in meristems, J. Virol, vol.82, pp.4064-4071, 2008.

C. Mba, Induced Mutations Unleash the Potentials of Plant Genetic Resources for Food and Agriculture, Agronomy, vol.3, pp.200-231, 2013.

C. M. Mccallum, L. Comai, E. A. Greene, and S. Henikoff, Targeting induced local lesions IN genomes (TILLING) for plant functional genomics, Plant Physiol, vol.123, pp.439-442, 2000.

B. Molesini, Y. Pii, and T. Pandolfini, Fruit improvement using intragenesis and artificial microRNA, Trends Biotechnol, vol.30, pp.80-88, 2012.

T. Newbold, L. N. Hudson, S. L. Hill, S. Contu, I. Lysenko et al., Global effects of land use on local terrestrial biodiversity, Nature, vol.520, pp.45-50, 2015.

K. C. O'doherty, J. D. Neufeld, F. S. Brinkman, H. Gardner, D. S. Guttman et al., Opinion: Conservation and stewardship of the human microbiome, Proc. Natl. Acad. Sci, vol.111, pp.14312-14313, 2014.

M. Ong-abdullah, J. M. Ordway, N. Jiang, S. Ooi, S. Kok et al., Loss of Karma transposon methylation underlies the mantled somaclonal variant of oil palm, Nature, vol.525, pp.533-537, 2015.

S. Ossowski, K. Schneeberger, J. I. Lucas-lledo, N. Warthmann, R. M. Clark et al., The Rate and Molecular Spectrum of Spontaneous Mutations in Arabidopsis thaliana, Science, vol.327, pp.92-94, 2010.

M. Pacher, W. Schmidt-puchta, and H. Puchta, Two unlinked double-strand breaks can induce reciprocal exchanges in plant genomes via homologous recombination and nonhomologous end joining, Genetics, vol.175, pp.21-29, 2007.

M. A. Parry, P. J. Madgwick, C. Bayon, K. Tearall, A. Hernandez-lopez et al., Mutation discovery for crop improvement, J. Exp. Bot, vol.60, pp.2817-2825, 2009.

V. Pattanayak, S. Lin, J. P. Guilinger, E. Ma, J. A. Doudna et al., High-throughput profiling of off-target DNA cleavage reveals RNA-programmed Cas9 nuclease specificity, Nat. Biotechnol, vol.31, pp.839-843, 2013.

C. Peele, C. V. Jordan, N. Muangsan, M. Turnage, E. Egelkrout et al., Silencing of a meristematic gene using geminivirus-derived vectors, Plant J. Cell Mol. Biol, vol.27, pp.357-366, 2001.

B. A. Peterson, D. C. Haak, M. T. Nishimura, P. J. Teixeira, S. R. James et al., Genome-Wide Assessment of Efficiency and Specificity in CRISPR/Cas9 Mediated Multiple Site Targeting in Arabidopsis, PloS One, vol.11, 2016.

J. F. Petolino, A. , and N. L. , Whiskers-mediated maize transformation, Methods Mol. Biol. Clifton NJ, vol.526, pp.59-67, 2009.

M. Petrillo, A. Angers-loustau, P. Henriksson, L. Bonfini, A. Patak et al., JRC GMO-Amplicons: a collection of nucleic acid sequences related to genetically modified organisms, p.101, 2015.

P. C. Phillips, Epistasis -the essential role of gene interactions in the structure and evolution of genetic systems, Nat. Rev. Genet, vol.9, pp.855-867, 2008.

W. Qi, T. Zhu, Z. Tian, C. Li, W. Zhang et al., High-efficiency CRISPR/Cas9 multiplex gene editing using the glycine tRNA-processing system-based strategy in maize, BMC Biotechnol, vol.16, p.58, 2016.

O. Raitskin and N. J. Patron, Multi-gene engineering in plants with RNA-guided Cas9 nuclease, Curr. Opin. Biotechnol, vol.37, pp.69-75, 2016.

S. V. Ramesh, Non-coding RNAs in Crop Genetic Modification: Considerations and Predictable Environmental Risk Assessments (ERA), Mol. Biotechnol, 2013.

A. G. Rao, The outlook for protein engineering in crop improvement, Plant Physiol, vol.147, pp.6-12, 2008.

X. Reboud, S. Gabas, B. Borgy, M. Bonneau, M. Délos et al., Que nous disent les réseaux d'observatoires sur les réactions de la flore adventice aux évolutions des pratiques agricoles ?, Innov. Agron, vol.28, pp.127-140, 2013.

C. Regnault-roger, Produits de protection des plantes innovation et sécurité pour une agriculture durable, 2014.

Y. Rhee, R. S. Sekhon, S. Chopra, and S. Kaeppler, Tissue culture-induced novel epialleles of a Myb transcription factor encoded by pericarp color1 in maize, Genetics, vol.186, pp.843-855, 2010.

A. E. Ricroch and M. Hénard-damave, Next biotech plants: new traits, crops, developers and technologies for addressing global challenges, Crit. Rev. Biotechnol, pp.1-16, 2015.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-01500465

A. J. Roles, M. T. Rutter, I. Dworkin, C. B. Fenster, and J. K. Conner, Field measurements of genotype by environment interaction for fitness caused by spontaneous mutations in Arabidopsis thaliana, Evol. Int. J. Org. Evol, vol.70, pp.1039-1050, 2016.

S. F. Rosa, F. Gatto, A. Angers-loustau, M. Petrillo, J. Kreysa et al., Development and applicability of a ready-to-use PCR system for GMO screening, Food Chem, vol.201, pp.110-119, 2016.

S. M. Schaeffer and P. A. Nakata, CRISPR/Cas9-mediated genome editing and gene replacement in plants: Transitioning from lab to field, Plant Sci. Int. J. Exp. Plant Biol, vol.240, pp.130-142, 2015.

H. J. Schouten and E. Jacobsen, Are Mutations in Genetically Modified Plants Dangerous?, J. Biomed. Biotechnol, pp.1-2, 2007.

R. B. Simpson, A. Spielmann, L. Margossian, and T. D. Mcknight, A disarmed binary vector from Agrobacterium tumefaciens functions in Agrobacterium rhizogenes: Frequent cotransformation of two distinct T-DNAs, Plant Mol. Biol, vol.6, pp.403-415, 1986.

D. R. Smith, A. L. Hooker, S. M. Lim, and J. B. Beckett, Disease Reaction of Thirty Sources of Cytoplasmiic Male-Sterile Corn to Helminthosporium Maydis Race T1, Crop Sci, vol.11, p.772, 1971.

V. Srivastava and D. W. Ow, Rare instances of Cre-mediated deletion product maintained in transgenic wheat, Plant Mol. Biol, vol.52, pp.661-668, 2003.

S. C. Stelpflug, S. R. Eichten, P. J. Hermanson, N. M. Springer, and S. M. Kaeppler, Consistent and heritable alterations of DNA methylation are induced by tissue culture in maize, Genetics, vol.198, pp.209-218, 2014.

R. I. Stewart, M. Dossena, D. A. Bohan, E. Jeppesen, R. L. Kordas et al., Mesocosm Experiments as a Tool for Ecological Climate-Change Research, In Advances in Ecological Research, pp.71-181, 2013.
URL : https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-02649155

E. H. Stukenbrock and B. A. Mcdonald, The origins of plant pathogens in agro-ecosystems, Annu. Rev. Phytopathol, vol.46, pp.75-100, 2008.

P. Suprasanna, S. J. Mirajkar, and S. G. Bhagwat, Induced Mutations and Crop Improvement, In Plant Biology and Biotechnology, pp.593-617, 2015.

B. E. Tabashnik, T. Brévault, C. , and Y. , Insect resistance to Bt crops: lessons from the first billion acres, Nat. Biotechnol, vol.31, pp.510-521, 2013.

Z. Tadele, C. Mba, and B. J. Till, TILLING for Mutations in Model Plants and Crops, Molecular Techniques in Crop Improvement, pp.307-332, 2010.

L. A. Tatum, The Southern Corn Leaf Blight Epidemic, Science, vol.171, pp.1113-1116, 1971.

T. Terakawa, H. Hasegawa, Y. , and M. , Efficient Whisker-mediated Gene Transformation in a Combination with Supersonic Treatment, BreedingScience, vol.55, pp.465-468, 2005.

C. Traidl-hoffmann, T. Jakob, and H. Behrendt, Determinants of allergenicity, J. Allergy Clin. Immunol, vol.123, pp.558-566, 2009.

S. Q. Tsai, Z. Zheng, N. T. Nguyen, M. Liebers, V. V. Topkar et al., GUIDE-seq enables genome-wide profiling of off-target cleavage by CRISPR-Cas nucleases, Nat. Biotechnol, vol.33, pp.187-197, 2015.

B. Ülker, Y. Li, M. G. Rosso, E. Logemann, I. E. Somssich et al., T-DNA-mediated transfer of Agrobacterium tumefaciens chromosomal DNA into plants, Nat. Biotechnol, vol.26, pp.1015-1017, 2008.

Y. Vigouroux, A. Barnaud, N. Scarcelli, and A. Thuillet, Biodiversity, evolution and adaptation of cultivated crops, C. R. Biol, vol.334, pp.450-457, 2011.

J. Wakeley, Coalescent theory: an introduction, 2009.

Y. Wang, X. Cheng, Q. Shan, Y. Zhang, J. Liu et al., Simultaneous editing of three homoeoalleles in hexaploid bread wheat confers heritable resistance to powdery mildew, Nat. Biotechnol, vol.32, pp.947-951, 2014.

G. A. Watterson, On the number of segregating sites in genetical models without recombination. Theor, Popul. Biol, vol.7, pp.256-276, 1975.

F. Wei, L. Kuang, H. Oung, S. Cheng, H. Wu et al., Somaclonal variation does not preclude the use of rice transformants for genetic screening, Plant J, vol.85, pp.648-659, 2016.

K. D. Whitney, J. R. Ahern, L. G. Campbell, L. P. Albert, and M. S. King, Patterns of hybridization in plants, Perspect. Plant Ecol. Evol. Syst, vol.12, pp.175-182, 2010.

F. Wolfarth, S. Schrader, E. Oldenburg, and J. Brunotte, Mycotoxin contamination and its regulation by the earthworm species Lumbricus terrestris in presence of other soil fauna in an agroecosystem, Plant Soil, vol.402, pp.331-342, 2016.

J. W. Woo, J. Kim, S. I. Kwon, C. Corvalán, S. W. Cho et al., DNA-free genome editing in plants with preassembled CRISPR-Cas9 ribonucleoproteins, Nat. Biotechnol, vol.33, pp.1162-1164, 2015.

L. B. Woodruff and R. T. Gill, Engineering genomes in multiplex, Curr. Opin. Biotechnol, vol.22, pp.576-583, 2011.

P. Xu, Y. Zhang, L. Kang, M. J. Roossinck, and K. S. Mysore, Computational estimation and experimental verification of off-target silencing during posttranscriptional gene silencing in plants, Plant Physiol, vol.142, pp.429-440, 2006.

Y. Yau and C. N. Stewart, Less is more: strategies to remove marker genes from transgenic plants, BMC Biotechnol, vol.13, p.36, 2013.

J. Yee, Off-target effects of engineered nucleases, FEBS J, vol.283, pp.3239-3248, 2016.

K. Yin, T. Han, G. Liu, T. Chen, Y. Wang et al., A geminivirus-based guide RNA delivery system for CRISPR/Cas9 mediated plant genome editing, Sci. Rep, vol.5, p.14926, 2015.

A. Younis, M. I. Siddique, C. Kim, and K. Lim, RNA Interference (RNAi) Induced Gene Silencing: A Promising Approach of Hi-Tech Plant Breeding, Int. J. Biol. Sci, vol.10, pp.1150-1158, 2014.

L. Yuan, I. Kurek, J. English, K. , and R. , Laboratory-directed protein evolution. Microbiol, Mol. Biol. Rev. MMBR, vol.69, pp.373-392, 2005.

, Annexe II Lettre de cadrage

, Annexe III Liste des membres du Groupe de Travail

, Le rapport du groupe de travail a été élaboré à partir des discussions qui

, Le groupe de travail du CS du HCB est un groupe pluridisciplinaire composé de personnalités scientifiques choisies pour leur expertise afin de répondre aux questions posées dans la saisine

F. Angevin, C. Bagnis, C. Collonnier, M. Félix, J. Garric et al.,

, Le groupe de travail a auditionné deux experts externes ayant une expertise dans le domaine de l'épigénétique et des effets hors-cibles des CRISPR/Cas9

, Ces deux experts ont été entendus dans le cadre des travaux du groupe de travail mais n'ont pas pris part à la rédaction du rapport ni aux discussions qui

, Annexe IV Liste des membres du comité scientifique

J. Pagès, C. Président, . Franche, P. Vice-présidente, and . Boireau, Vice-président

C. Bagnis, B. Chauvel, D. Couvet, E. Dassa, J. Hubert-de-verneuil et al., absents, représentés : Philippe Guerche, Eliane Meurs. -absents, excusés : Avner Bar Hen

J. Pagès, P. Président, and . Boireau, Vice-président

C. Bagnis, B. Chauvel, D. Couvet, E. Dassa, J. Hubert-de-verneuil et al., absents, représentés : Claudine Franche, Philippe Guerche, Eliane Meurs. -absents, excusés : Avner Bar Hen

J. Pagès, C. Président, . Franche, P. Vice-présidente, and . Boireau, Vice-président

C. Bagnis, A. Bar-hen, M. Barny, B. Chauvel, D. Couvet et al., excusés : Philippe Berny, Yves Bertheau (démissionnaire)

J. Pagès, C. Président, and . Franche, Vice-présidente

C. Bagnis, M. Barny, B. Chauvel, D. Couvet, J. Guillemain et al.,

P. Boireau, E. Dassa, P. Hubert-de-verneuil, and . Guerche,

A. Bar-hen, P. Berny, ;. , T. Brévault, N. Eychenne et al., Yves Bertheau (démissionnaire)

J. Pagès, C. Président, . Franche, P. Vice-présidente, and . Boireau, Vice-président et par ordre alphabétique des noms de famille

C. Bagnis, M. Barny, T. Brévault, D. Couvet, P. Hubert-de-verneuil et al., Nathalie Eychenne, André Jestin

J. Pagès, C. Président, and . Franche, Vice-présidente et par ordre alphabétique des noms de famille

C. Bagnis, M. Barny, T. Brévault, D. Couvet, P. Hubert-de-verneuil et al., Nathalie Eychenne, André Jestin

J. Pagès, C. Président, . Franche, P. Vice-présidente, and . Boireau, Vice-président et par ordre alphabétique des noms de famille

C. Bagnis, M. Barny, T. Brévault, B. Chauvel, D. Couvet et al.,

P. Guerche, J. Guillemain, B. Klonjkowski, E. Meurs, N. Naffakh et al.,

, Annexe V risques non spécifiques et/ou indirects

. Burdon, De façon similaire, plusieurs populations d'espèces cibles des variétés exprimant une protéine Bt présentent une résistance, Parmi les impacts sur les agrosystèmes déjà observés pour des plantes obtenues par des techniques réglementées ou non, certains étaient prévisibles et ont déjà largement été observés : il s'agit du contournement des gènes de résistance suite à l'évolution des organismes pathogènes ciblés, 2013.

. Smith, Des effets inattendus ont parfois été observés : le cas souvent cité est celui des variétés de maïs portant le cytoplasme de stérilité « Texas » qui se sont avérées sensibles à l'helminthosporiose, 1971.

, de la toxicité potentielle des composés nouveaux qui seraient présents dans la plante et ses sous-produits ou de leur impact en termes d'équilibre nutritionnel, en association avec l'exposition alimentaire ; d'autre part, de possibles phénomènes allergiques suite à des expositions par voie aérienne (pollen), cutanée (chez les travailleurs notamment) et alimentaire, Ces risques sont communs à toute nouvelle variété

. Garnier, ) jusqu'à éventuellement envahir des milieux naturels (ce qui n'a jamais été observé pour une plante cultivée à ce jour). Ce premier type de risque peut se réaliser également via le flux de gènes par le pollen vers des formes sauvages de la même espèce ou des espèces sauvages apparentées, Un premier type de risque concerne la dispersion et le risque d'invasion des communautés végétales naturelles, si les caractéristiques phénotypiques nouvelles de la variété sont susceptibles d'accroître sa capacité à persister dans les parcelles agricoles en formant des populations de repousses, à se disperser hors des milieux cultivés (populations férales) (Garnier and Lecomte, 1997.

, Risques liés aux méthodes de sélection des modifications

. Dans-le and . Et-rddm, Il faut s'assurer que ces marqueurs de sélection ont été éliminés et que leur élimination n'a pas provoqué de dommages. Si ces marqueurs de sélection demeurent, les plantes sont alors de facto réglementairement des OGM et doivent être évaluées comme tels

. Molesini, Une sous-catégorie de la cisgenèse (cisgenèse d'un gène de micro-ARN par exemple) et de l'intragenèse consiste en l'expression d'un micro-ARN, d'un ARN antisens ou d'un ARN double brin interférant avec l'expression des gènes par divers mécanismes, Les plantes possédant des enzymes d'amplification des petits ARN, ceux-ci peuvent être amplifiés dans la plante et se propager dans différentes cellules, 2006.

. Xu, Ceci peut affecter l'expression de nombreux gènes et donc en principe le phénotype de la plante, tel ses capacités de dispersion ou la production de métabolites et toxines, si la plante contient de tels gènes. Les plantes expriment de nombreux microARN qui, par mutation, pourraient avoir ce type d'effet. Il n'y actuellement, à notre connaissance, pas de cas d'induction de toxine par mutation d'un microARN, La spécificité des petits ARNs d'une taille de l'ordre de 20-25 paires de base est faible, 2006.

, Dans le cas d'intragenèse consistant à exprimer des ARN interférents, des ARN double brin peuvent être disséminés dans l'environnement et affecter d'autres organismes. En effet, certains organismes (nématodes, arthropodes, eucaryotes unicellulaires, etc.) peuvent importer les ARN double brin de l'environnement 106 . Les ARN double brin pourraient donc aussi atteindre d'autres organismes non ciblés et les affecter, 2013.

, Ces effets hors-cible sont cependant difficiles à prévoir et il serait impossible de tester tous les organismes qui peuvent être rencontrés dans les conditions agricoles. Risques liés aux effets systémiques et multigénérationnels non intentionnels

. Dans-le-cadre-de-la-technique-rddm, un effet multigénérationnel non strictement génétique (méthylation de l'ADN) est désiré, mais des effets à d'autres locus peuvent aussi être produits de manière non intentionnelle, Comme ci-dessus

, Dans le cas des greffes, de tels effets non intentionnels peuvent survenir par propagation systémique dans la plante de petits ARN interférents

, Ce type d'effet multigénérationnel peut aussi être observé lors de croisements interspécifiques, ou même lors des croisements classiques au sein de la même espèce

C. S. Le and . Qu, un risque de même nature existe théoriquement lors de croisements

, De la même manière que deux modifications génétiques combinées peuvent provoquer des phénotypes inattendus, chaque modification interagit avec le reste du fonds génomique et l'environnement. La modification de l'expression du caractère sous l'effet des conditions environnementales est prise en compte lors de tests de nouvelles variétés dans différentes conditions environnementales, qui ne peuvent cependant pas couvrir toutes les conditions possibles. Pour l'instant, le recours à des modèles pour compléter ou remplacer les expérimentations n'est pas envisageable car les modèles statistiques d'interaction génotype x environnement ou ceux incluant des co-variables génomiques ont, 2016.

A. Gauffreteau, , 2014.

, La modification par le contexte génomique serait pertinente si l'autorisation d'une modification génétique était donnée de manière indépendante du fonds génétique

. Chandler, L'introduction de la même modification dans un autre fonds génétique de la même espèce et a fortiori d'une autre espèce peut avoir des effets différents sur le phénotype et sa variabilité, 2007.

, Risques liés aux modifications hors-cible non intentionnelles du génome dues à la vectorisation et à la régénération

, ? Modifications non intentionnelles du génome dues à l'utilisation de protoplastes, d'Agrobacterium de transfection et/ou de régénération

. Dans-le-cas-de-la and . Bairu, d'un passage par protoplastes ou de la régénération de plante à partir d'une cellule, des modifications génétiques et épigénétiques (dont certaines héréditaires), non recherchées, sont fréquentes, y compris des altérations de dosages chromosomiques, 1990.

. Ong-abdullah, Elles incluent i) le choix d'un génotype exempt de variations ou mutations in vivo associé à la régénération par embryogenèse plutôt que par organogenèse (si disponible), ii) une diminution du nombre de repiquages entre la mise en culture des explants et la régénération, iii) l'utilisation de concentrations de régulateurs de croissance aussi faibles que possible afin de raccourcir au maximum la phase de prolifération de tissus non différenciés avant la régénération et favoriser un meilleur contrôle du cycle cellulaire, et, iv) d'éviter l'action des effecteurs connus du stress oxydatif à l'origine des cassures et des risques d'hyper-et hypométhylation de l'ADN. La transformation par Agrobacterium peut aussi occasionnellement produire des modifications non intentionnelles, 2007.

, Une publication a montré que dans le cas où des protoplastes de plantes étaient transfectés avec un plasmide codant à la fois la nucléase et l'ARN guide, 2016.

, Dans le cas de l'agro-infiltration, l'intégration non recherchée des transgènes peut provoquer des effets hors-cible de même nature

C. S. Le and . Qu, avec 20 ans de recul sur la génération de plantes transgéniques en utilisant ces méthodes de vectorisation, il n'existe pas à sa connaissance de mise sur le marché de plantes présentant un problème lié à ces méthodes

, ? Modifications non intentionnelles du génome dues au site d'intégration pour SDN3, cisgenèse, intragenèse (en commun avec les OGM classiques

. Dans-le-cas-de-la-cisgenèse, intégration du transgène dans le génome peut produire des effets non contrôlés, comme l'interruption d'un gène endogène au locus, la formation de nouvelles séquences codantes ou la dérégulation de l'expression d'un gène au site d'intégration ou à d'autres locus en trans. Dans le cas de la cisgenèse, bien que le transgène soit normalement prévu pour être exprimé intact en sens direct, l'intégration peut provoquer une disruption ou une combinaison avec le locus endogène où se produit l'insertion, ce qui peut conduire à l'expression aberrante du transgène sous des séquences régulatrices non prévues, à la production d'un transcrit de fusion aberrant voire un transcrit en sens inverse

. Concernant-sdn3-;-cantos, les progrès de la génomique végétale permettront probablement d'identifier des « safe harbor loci » c'est-à-dire des sites localisés dans une région non codante et permettant une expression élevée et stable, qui pourront être ciblés pour l'insertion d'un transgène, 2014.

, De telles modifications pourraient ne pas avoir été détectées en laboratoire lors de l'évaluation phénotypique des variétés si elles modifient par exemple la teneur en certains composés, ou la sensibilité à des pathogènes particuliers. Dans certains cas, il est possible d'imaginer que l'inactivation ou la Annexe VI Glossaire Pour des raisons d'homogénéité, le CS du HCB a choisi de donner à certains termes, qui pourraient être utilisés dans d'autres cadres une acception particulière précisée dans ce glossaire, La modification d'un gène (SDN, ODM, RdDM) ou l'intégration d'un transgène (intragenèse, cisgenèse) peuvent affecter des caractères autres que ceux liés au phénotype recherché d'un organisme (pléiotropie)

, Biovigilance mise en place par la loi d'orientation agricole de 1999 : L'objectif de cette dernière était d'identifier et suivre l'apparition éventuelle d'effets non intentionnels de nouvelles variétés d'OGM sur : ? les populations de bioagresseurs, ? la flore et la faune sauvages, ? les milieux aquatiques

. Reboud, Elles ont été testées pour évaluation lors du projet européen AMIGA 107 . Les résultats de ce projet pourront aider à la réflexion sur la mise en place d'une surveillance à grande échelle. Celle-ci pourrait aussi s'articuler avec les réseaux de surveillance et d'observation existants (EFSA, En effet, certains effets non-intentionnels pourraient n'apparaître que lors de mises en culture à grande échelle et à des pas de temps pluri-annuels (apparition de résistance chez les insectes cibles, d'adventices résistantes, 2006.

, ou de la modification d'expression d'un ou plusieurs gènes présents dans l'organisme étudié. Le CS souhaite distinguer deux types de nouveautés : o l'introduction, dans une variété, d'un caractère identifié dans une autre variété ou dans une espèce proche ou compatible sexuellement : il s'agit alors de valoriser la diversité génétique existante par l'introduction de formes d'allèles d'intérêt. Il n'y a donc pas d'ajout 108 de séquences génétiques, Caractère nouveau : caractéristique nouvelle résultant de l'introduction d'un ou plusieurs gènes

, Le concept d'ajout est important à clarifier pour la cisgénèse et l'intragénèse. Du matériel génétique peut être introduit mais les gènes apportés préexistent sous une forme allélique différente dans l'espèce ou sont présents dans certaines de variétés de la même espèce